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实验动物的给法

(一)注射给药法

1. 皮射 注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持将针头刺入,固定后即可进行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按片刻，防药液逸出。

2. 皮内注射 此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。 如将一定量的性同位素溶液、颜料或致炎物质、等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

3. 肌肉注射 当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的时,常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。

注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。

4. 腹腔注射 先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。

5. 静脉注射 是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身,迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。

小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有3根， 左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替),用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张, 并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。

实验动物的标记

1. 染色法　适用于小动物，如兔子、大鼠、小鼠等。此方法是将化学药品涂在动物的被毛上，以不同颜色来区分动物。常用的化学药品有：3%～5%溶液（黄色）、0.5%中性品红（红色）、2%（咖啡色）。

标记的原则是：先左后右，从上到下。如果动物编号是二位数或三位数，那相应的用二种或三种不同的颜色，不同颜色代表不同位数（个位、十位、百位），标记的原则同上。

2. 挂牌法　常用于大动物。写有编号的金属牌挂在动物的颈上来区分动物。对于猴、狗、猫等动物有时可不做标记，只记录它们的外表特征和毛色即可。

3. 笼子编号　标记在笼子上。

以上只介绍了几种的方法，在使用中可灵活掌握。

实验动物的选择在此，提几点原则和方法。

第①，做什么样的实验？什么动物适合本实验？做什么实验，这是选题时就确定好了的。肯定是经过论证的。无需多讲。用什么样的动物呢？我想，大多是参照文献，再结合自己对实验动物的了解。选题之时就肯定阅读过很多文献了，因此不会陌生。

如：做高、动脉粥样硬化，我想大多数人会选择大鼠、兔子，也可以选金黄地鼠、鹌鹑，少数人会选小鼠，但我想用狗和猴的基本上不会有吧。因为要选择比较容易形成此疾病的动物，且要易得。

所以，对于不太熟悉的人来说，要多看文献，参考别人是如何选择的。就算是对动物比较了解，系统学过这方面知识的，也要多看文献，综合权衡。切忌随意地凭空想像。

第二，采取什么样的方法造模？做动物实验通常是要造模的。选择什么样的方式？这要从实验的目的及条件入手。造，可以用手术，也可以用。其中有四氧及链脲佐菌素（STZ）。后者用得较多，且为国际认同。

而四氧目前用得较少了。造模方法一是参照《药理实验方法学》，二是参照文献。造模方法有时也决定了你的动物选择。像做手术造动脉粥样硬化，我想用大鼠比小鼠来得方便吧？

第三，经费承受能力如何？做实验也要精打细算。不可能为了所谓的高水平、技术而不顾实验室的条件。像做高脂动物模型，假设经费只有一万多元，一定要弄个敲除APoE基因的小鼠来做，恐怕没人认同。做一个简单的镇痛实验，你非得要用SPF实验室，这也是不太实际的，也是没必要的。

膀胱结shi动物模型

(1)方法  体重55～60g的幼龄大鼠，单笼饲养。标准大鼠饲料中加入5％的苯二甲酸(terephthalic acid,  TPA)，用此实验饲料喂养大鼠，连续14d，大鼠自由饮水。造模第十四日时，动物用戊ba比妥钠ma醉后手术取出膀胱，将其置放于10％甲醛溶液固定，作常规组织切片，HE染色及 Von Kossa氏钙显示法染色，光镜下观察。

(2)特点  用含5％TPA饲料喂养14d后，模型大鼠膀胱腔内均含有大小不等、数量不一的钙化小体，钙化小体周围被一层厚薄不一均质状的物质所包裹，小体内的黑色钙盐呈分布不均的颗粒状，有的可聚集成团块状。本模型制作方法简便，造模时间短，模型成功率，重复性好。